对象与方法
一、研究对象
选取2018年10月至2019年7月于徐州医科大学附属医院住院治疗的PU患者52例作为观察组,其中男33例、女19例,年龄（52.92 ±14.85）岁;同时收集同期行胃肠镜检查诊断为慢性浅表性胃炎的患者54例作为对照组,其中男26例、女28例,年龄（54.61±11.71）岁。排除标准：①合并有免疫系统疾病以及其他恶性肿瘤等疾病的患者;②严重的心、肝、肾功能不全的患者;③处于炎症状态或合并其他感染性疾病的患者;④既往曾行Hp根除治疗的患者。本研究经徐州医科大学附属医院伦理委员会审查通过,所有研究对象对本研究知情同意。2组性别、年龄比较差异均无统计学意义（P均> 0.05）,具有可比性。
二、研究方法
1.电子胃镜及病理学检查
采用Olympus公司电子胃镜检查,并经病理学检查确诊为PU、慢性浅表性胃炎。
2.标本采集与储存
使用5 ml K2 EDTA抗凝采血管采集各组患者空腹静脉血4 ml,使用离心机以3000 r/min离心血液15 min,分离血清,将血清置于-80℃冰箱保存备用。
3.Hp及其分型检测
将血清标本取出,置于恒温箱内复温至37℃,采用蛋白免疫印迹法对患者血清Hp抗体（UreA、UreB、CagA、VacA）进行定性检测。根据血清Hp抗体可将Hp分为Ⅰ型和Ⅱ型,Ⅰ型Hp是产细胞毒素的菌株,即CagA（+）和（或）VacA（+）,Ure（+）;Ⅱ型Hp仅产生Ure而不产生毒素;CagA、VacA及Ure均阴性即为Hp阴性。Hp抗体分型检测试剂盒来自深圳伯劳特生物制品有限公司,检测由经验丰富的实验人员严格按照说明书进行操作。
4.血清IL-32、IL-33浓度检测
将血清标本取出,置于恒温箱内复温至37℃,ELISA定量检测各组患者血清IL-32、IL-33水平。人IL ELISA试剂盒由上海将来实业股份有限公司提供。所有操作均严格按照试剂盒的说明书进行。
三、统计学处理
应用SPSS 22.0进行统计分析,正态分布的计量资料以$\bar{x}±S$表示,2组间比较采用独立样本t检验;多组间比较采用方差分析,两两比较采用LSD-t检验;计数资料以率或构成比表示,组间比较采用χ2检验。P < 0.05为差异有统计学意义。
结 果
一、PU组和对照组Hp阳性率比较
PU组Hp阳性率高于对照组,差异有统计学意义（P < 0.05）;PU组Ⅰ型Hp比例稍高于对照组,但差异无统计学意义,见表1。
表1 PU组与对照组Hp感染情况比较 [例（%）] |
| 组 别 | Hp阳性 | Hp阴性 | Hp阳性 | |
|---|---|---|---|---|
| Ⅰ型Hp | Ⅱ型Hp | |||
| PU组 | 42（80.8） | 10（19.2） | 26（61.9） | 16（38.1） |
| 对照组 | 34（63.0） | 20（37.0） | 19（55.9） | 15（44.1） |
| 2值 | 4.139 | 0.282 | ||
| P值 | 0.042 | 0.595 | ||
二、PU组和对照组IL-32、IL-33水平比较
PU组血清IL-32、IL-33水平均高于对照组,差异均有统计学意义（P均< 0.05）,见表2。
表2 PU组与对照组血清IL-32、IL-33水平比较（$\bar{x}±S$） 单位：pg/ml |
| 组 别 | 例数 | IL-32 | IL-33 |
|---|---|---|---|
| PU组 | 52 | 95.29±17.79 | 72.42±16.19 |
| 对照组 | 54 | 84.10±15.17 | 66.24±13.97 |
| t值 | 3.487 | 2.100 | |
| P值 | 0.001 | 0.038 |
三、不同Hp分型PU患者血清IL-32、IL-33水平比较
不同Hp分型PU患者血清IL-32、IL-33水平比较差异均有统计学意义（P均< 0.001）,其中Ⅰ型HP感染组血清IL-32、IL-33水平均高于Ⅱ型Hp组及Hp阴性组,差异均有统计学意义（P均< 0.05）,Ⅱ型Hp组血清IL-32与Hp阴性组比较差异无统计学意义（P> 0.05）,Ⅱ型Hp组血清IL-33水平高于Hp阴性组（P < 0.05）,见表3。
表3 不同Hp分型PU患者血清IL-32、IL-33 水平比较（$\bar{x}±S$） 单位：pg/ml |
| 组 别 | 例数 | IL-32 | IL-33 |
|---|---|---|---|
| Ⅰ型Hp组 | 26 | 107.31±14.63 | 85.02±10.32 |
| Ⅱ型Hp组 | 16 | 87.23±9.90a | 62.98±8.81a |
| Hp阴性组 | 10 | 76.92±11.20a | 54.74±9.78ab |
| F值 | 25.198 | 45.379 | |
| P值 | < 0.001 | < 0.001 |
注：与Ⅰ型Hp组比较,a P < 0.05;与Ⅱ型Hp组比较,b P < 0.05 |
四、不同类型PU患者血清IL-32、IL-33水平
不同类型PU患者血清IL-32、IL-33水平比较差异均无统计学意义（P均> 0.05）,见表4。
表4 不同类型PU患者血清IL-32、IL-33水平比较（$\bar{x}±S$） 单位：pg/ml |
| 类 型 | 例数 | IL-32 | IL-33 |
|---|---|---|---|
| 胃溃疡 | 20 | 92.43±18.99 | 71.64±17.56 |
| 十二指肠溃疡 | 27 | 96.92±17.18 | 71.89±15.27 |
| 复合性溃疡 | 5 | 97.88±18.25 | 78.45±17.59 |
| F值 | 0.414 | 0.376 | |
| P值 | 0.663 | 0.688 |
讨 论
大量的研究表明,炎症免疫反应是Hp感染黏膜损伤的重要病理生理机制,Hp感染可诱导宿主细胞及体液免疫应答的激活,导致局部及全身的炎症反应。IL-32是最近发现的新型促炎因子,主要由自然杀伤（NK）细胞、单核细胞、上皮细胞和T淋巴细胞分泌,与慢性鼻窦炎、HCV、HBV等多种感染性疾病相关,而IL-32与PU的关系尚无报道[11,12]。本研究中,PU组血清IL-32水平较对照组高,提示IL-32可能在PU的发病过程中起到一定的促进作用。国内外研究证实,CagA可激活NF-κB和MAPK信号传导途径,从而促进IL-32的合成和分泌,血清IL-32水平升高又可正反馈性诱导TNF-α、IL-6、IL-8、IL-1β等炎症因子释放,从而加重局部炎症反应[13]。本研究中,Ⅰ型Hp感染PU患者血清IL-32水平明显高于Ⅱ型Hp组及Hp阴性组,进一步证实CagA是引起IL-32浓度升高的原因之一。
PU是临床常见病,按病变部位可分为胃溃疡、十二指肠溃疡和复合性溃疡。在本研究中,各型PU之间血清IL-32、IL-33水平无明显差异。综上所述,PU患者血清IL-32、IL-33水平升高,其中以Ⅰ型Hp比例升高为著。然而,本研究中PU组Ⅰ型Hp比例与对照组无明显差异,但PU组的血清IL-32、IL-33的水平却显著高于对照组,考虑PU患者本身局部炎症反应较重,且Hp可能存在着CagA、VacA以外的其他途径造成IL-32、IL-33等炎症因子的活化,这需要后续进一步研究证实。由此可见,检测血清IL-32、IL-33水平有望对PU及Hp感染状况的诊断提供参考,并为难治性、复发性PU的免疫治疗提供新思路,但本研究纳入的研究对象较少,有待更大规模的临床研究加以验证。